Drosera in vitro pictures

[Tim Beier]

Irgendwie ist mir das schon einleuchtend das wenn man fertig gemischte Medienpulver verwendet und davon dann nur die Hälfte nimmt, dass dann eben alles um die Hälfte reduziert ist..... 

 

Bedeutet im Umkehrschluss dass man sich sein Medium für das Optimum entsprechend wohl komplett selbst zusammen stellen müsste, sehe ich das richtig? 

 

Ich hab da für Drosera ehrlich gesagt keine genaue Ahnung was in welchen Mengen dann optimal wäre. Würde es dann Sinn machen alle Microelemente wieder auf die ursprüngliche Dosis vom MS zu bringen oder wie geht man bei sowas am besten vor? 

 

Wenn ich das richtig sehe wäre der Ansatz von Andreas im vorliegenden Fall was das Magnesium angeht im Zusammenhang mit Chlorophyll eine mögliche Erklärung

 

Mich wundert dann nur warum die anderen ja zufrieden stellend wachsen?! 

Edited November 4, 2023 by Tim Beier

[Andreas Wistuba]

vor 37 Minuten schrieb Tim Beier:

Wenn ich das richtig sehe wäre der Ansatz von Andreas im vorliegenden Fall was das Magnesium angeht im Zusammenhang mit Chlorophyll eine mögliche Erklärung

 

Mich wundert dann nur warum die anderen ja zufrieden stellend wachsen?! 

 

Wer mit Gelrite arbeitet und solche "Carnivoren-Magermedien" verwendet wundert sich schnell, warum alle Medien flüssig bleiben 
Wenn man dann die bivalenten Kationen mit Hilfe von Magnesium erhöht, bis es geliert, ist man schnell bei der vollen MS-Magnesium-Dosis von 1,5 mM.
Und dann hat man keinen Magnesium-Mangel mehr. Das sind 0,37 g pro Liter!!!
 

[Andreas Wistuba]

vor 51 Minuten schrieb Tim Beier:

Bedeutet im Umkehrschluss dass man sich sein Medium für das Optimum entsprechend wohl komplett selbst zusammen stellen müsste, sehe ich das richtig? 

 

Ich hab da für Drosera ehrlich gesagt keine genaue Ahnung was in welchen Mengen dann optimal wäre. Würde es dann Sinn machen alle Microelemente wieder auf die ursprüngliche Dosis vom MS zu bringen oder wie geht man bei sowas am besten vor? 

 

Wenn ich das richtig sehe wäre der Ansatz von Andreas im vorliegenden Fall was das Magnesium angeht im Zusammenhang mit Chlorophyll eine mögliche Erklärung

Grundsätzlich will man ja nur die Salzkonzentration soweit reduzieren, dass Karnivorenwurzeln damit klarkommen.
D.h. ich beschränke mich da auf die Macro-Elemente und selbst da ist's in erster Linie die massive Stickstoff-Dosis, die problematisch ist.

Ein pragmatischer Ansatz ist aber:

Reduktion von N, P und K-Salzen auf 1/3 oder 1/4.
Der ganze Rest voll. Mikroelemente, Magnesium, Vitamine.

Ja, ich habe über viele Jahre herumexperimentiert und lasse mir mittlerweile meine eigenen Rezepturen als Pulvermedien herstellen - weil's bequemer ist, das Medium dann in der Routine anzusetzen.

Grüße

Andreas

 

[Tobias Kulig]

Mmh, ich weiß jetzt nicht, ob es Sinn macht, die Einzelfälle von "Chlorose" an den Salzen, Mikro- oder Makroelementen festzumachen. Ich mach Drosera wirklich schon lange invitro. Bei mir sind solche Einzelfälle aber lediglich seltene Ausreißer. 

Meine Erfahrung besagt, daß fast alle Drosera auf 1/2 MS (Fertigmedium) super wachsen, zumindest die, die ich bisher angesetzt habe. Und das sind wirklich schon viele Arten gewesen. Lediglich meine Hochländer gedeihen auf 1/3 MS mit ebenfalls reduzierter Zuckermenge aber deutlich besser.

 

Ist es nicht möglich, daß solche "Fehler" evtl. durch die Sterilisationen verursacht werden? Oder durch die Phytohormone, wenn vielleicht falsch dosiert wurde? 

[Tim Beier]

Selbst wenn es Einzelfälle sind heißt es ja nicht, dass es nicht die Ursache ist oder sein könnte. Ich kann mich noch erinnern das ich mal gelesen habe dass es sowas wie ein mimimum, maximum und optimum gibt was die ganzen Faktoren angeht. 

Ich seh schon Versuch macht klug. 

Sehr spannend, Danke für all eure Antworten

 

 

[Andreas Wistuba]

vor 55 Minuten schrieb Tobias Kulig:

Mmh, ich weiß jetzt nicht, ob es Sinn macht, die Einzelfälle von "Chlorose" an den Salzen, Mikro- oder Makroelementen festzumachen. Ich mach Drosera wirklich schon lange invitro. Bei mir sind solche Einzelfälle aber lediglich seltene Ausreißer. 

Meine Erfahrung besagt, daß fast alle Drosera auf 1/2 MS (Fertigmedium) super wachsen, zumindest die, die ich bisher angesetzt habe. Und das sind wirklich schon viele Arten gewesen. Lediglich meine Hochländer gedeihen auf 1/3 MS mit ebenfalls reduzierter Zuckermenge aber deutlich besser.

 

Ist es nicht möglich, daß solche "Fehler" evtl. durch die Sterilisationen verursacht werden? Oder durch die Phytohormone, wenn vielleicht falsch dosiert wurde? 

 

Ich kann natürlich nur für meine Baustellen sprechen - Nepenthes und Heliamphora. Aber da ist's defiitiv so, dass 1/4 MS nicht der Weisheit letzter Schluss ist - obwohl wahrscheinlich 95% aller IV-Nepenthes darauf gezogen werden. Klar, sie wachsen. Aber es geht halt viel besser.

 

Grüße

Andreas

 

[Tobias Kulig]

vor 13 Stunden schrieb Tim Beier:

Selbst wenn es Einzelfälle sind heißt es ja nicht, dass es nicht die Ursache ist oder sein könnte.

Tim, ich habe schon so viele verschiedene Droseraarten invitro gehabt (außer Knollendrosera, da bin ich raus) und ich denke schon, daß ich weiß, wovon ich spreche. Natürlich gibt es hier auch richtige Drosera-Invitro-Spezialisten, wie z.B. Stefan, der mit vielen andere Medien entsprechende Ergebnisse liefert. Aber das geht dann schon ins Thema Medium-Optimierung und ist somit ein anderes Thema.

Aber das, was hin und wieder eine einzelne Pflanze (neben 15-20 anderen im gleichen Glas) blass aussehen läßt, hat bestimmt andere Gründe, als das gängige MS-Pulver in ebenfalls gängigen Konzentrationen wie 1/2 oder 1/3 MS. Ich verwende "fast" nur diese beiden, zumindest bei Drosera. Ich hab andere Gattungen, da gehts sogar bis 1/5 MS runter! Wohlgemerkt mit bestem Wachstum.

Du testest gerade viel mit Phytohormonen und verschiedenen Sterilisationsverfahren. Überleg mal, obs nicht vielleicht doch daran liegen könnte.

 

vor 13 Stunden schrieb Tim Beier:

Ich kann mich noch erinnern das ich mal gelesen habe dass es sowas wie ein mimimum, maximum und optimum gibt was die ganzen Faktoren angeht. 

Das habe ich auch gelesen, allerdings vor vielen Jahren. Ich hab bei meinen Anfängen auch mit den Einzelkomponenten rumgetüftelt. Dabei hab ich rausgefunden, daß es bei Drosera absolut unnötig ist. Klar, wenn man Zeit hat, kann man natürlich rumprobieren und Erfahrungen sammeln, wieso nicht.

 

vor 12 Stunden schrieb Andreas Wistuba:

Ich kann natürlich nur für meine Baustellen sprechen - Nepenthes und Heliamphora. Aber da ist's defiitiv so, dass 1/4 MS nicht der Weisheit letzter Schluss ist - obwohl wahrscheinlich 95% aller IV-Nepenthes darauf gezogen werden. Klar, sie wachsen. Aber es geht halt viel besser.

Klar, Andreas, Du mußt Masse produzieren von Berufswegen her. Da kann das eine oder andere modifizierte Medium für jede einzelne Heli- oder Nepenthesart natürlich Wunder bewirken. Und wenn sich einer mit Invitro auskennt, dann ja wohl Du, keine Frage. Du hast eben den entscheidenden Vorteil, daß Du Biologe bist und alle Zusammenhänge mit ihren Wirkungen verstehst. Wir, als Hobby-Invitrologen kommen nur durch probieren weiter. Und durch lesen . Und manchmal sogar aus Erfahrung.

 

Grüße

Tobias

Edited November 5, 2023 by Tobias Kulig

[Tim Beier]

Erfahrungen sammeln ist das Beste überhaupt! 

[Andreas Wistuba]

vor 15 Stunden schrieb Tim Beier:

Erfahrungen sammeln ist das Beste überhaupt! 

 

Die Essenz jedes ernsthaften Hobbys. Viel probieren, inklusive Rückschläge und dann umso glücklicher, wenn man wieder einen Schritt vorangekommen ist. Der Weg ist das Ziel!

[Tim Beier]

Am 4.11.2023 um 17:24 schrieb Tobias Kulig:

Du testest gerade viel mit Phytohormonen und verschiedenen Sterilisationsverfahren. Überleg mal, obs nicht vielleicht doch daran liegen könnte.

 

Hallo Tobias, 

 

Die Samen wurden nicht anders sterilisiert als die anderen, und die wachsen normal. Ob man jetzt Dan Chlorix oder NaDCC oder Wasserstoffperoxid oder Ethanol nimmt in verschiedenen Konzentrationen oder in Kombination wird wohl keinen Unterschied machen. Ziel ist es ja in dem Fall die Samen steril zu bekommen ohne sie zu killen. Wie heißt es so schön: Never change a running system. Ich hab ein Sterilisationsprotokoll das für Drosera Samen funktioniert. 

 

Das Medium ist ganz normales 1/3 MS mit 3% Zucker und Agar. Ohne Hormone! 

Also es betrifft nur dieses eine Glas. 

 

Zum Thema Medienoptimierung bin ich natürlich über Ratschläge dankbar und werde selbstverständlich versuchen nach meinen Möglichkeiten zu optimieren. Es macht doch keinen Unterschied ob in - oder ex vitro.... Wo Verbesserungspotezial besteht, passt man doch an. 

 

Alles was ich bisher im Glas hab wächst auf MS Medium mit Vitaminen das entsprechend verdünnt wurde auf 1/2 oder 1/3..... Heute hab ich ein paar weitere Arten auf 1/4 MS ausgesät. Und ja es funktioniert ganz zufriedenstellend . 

 

Mit etwas Glück überleben die Sämlinge ja und wachsen normal weiter. Für mich schaut das eben so aus als würde irgendwas mit dem Chlorophyll nicht stimmen. Ich weiß ja auch nicht mal wirklich obs tatsächlich ne Chlorose ist. Aber ich vermute es mal

 

MfG Tim Beier 

 

 

Edited November 5, 2023 by Tim Beier

[Tim Beier]

Wieder zurück zum ursprünglichen Thema

 

Drosera ericgreenii 

 

Drosera cistiflora 

 

Drosera cistiflora 

 

Drosera ramentacea 

 

Drosera ramentacea auf Multiplikations Medium 

 

Drosera bulbigena

 

Drosera rupicola "Red" 

[Tobias Kulig]

vor 20 Stunden schrieb Tim Beier:

Ich hab ein Sterilisationsprotokoll das für Drosera Samen funktioniert. 

Vielleicht liegt hier der Hund begraben? Ich sterilisiere bei verschiedenen Korngrößen, die bei Drosera tatsächlich sehr unterschiedlich sind, mit verschiedenen Protokollen: Ich mach das bei Drosera aber nach wie vor mit Danklorix in immer gleicher Konzentration: 20% und 3 Tropfen Tween 20

 

Beispiel:

D. regia (große Samen) 5-7min

D. arenicola (mittelgroße Samen) 3min

D. grantsaui (längliche und empfindliche Samen) 2min

Und ich habe mit der Zeit ein gewisses Augenmass dafür entwickelt und erkenne, wieviel Minuten nötig sind.

 

Auf was ich hinaus will: Sterilisierst Du empfindliche Samen (z.B. die länglichen, fusiformen) zu lange, aber gerade noch so, daß sie nicht tot sind, kann der Embryo Schaden genommen haben und die Pflanze wächst entsprechend, so mit diversen Symptomen . Nur so als Hinweis. Hast Du Fälle, wo nur die Hälfte der Samen keimt?

 

Ich hab das damals lange ausgetüfftelt, bis ich eine gut brauchbare Regel rausgefunden habe. Ich habe ganz am Anfang viele Samen geopfert. Und zwar hab ich von hinten angefangen. Zuerst totsterilisiert und die Zeiten solange runtergefahren, bis es gepaßt hat. Und diese Protokolle verwende ich heute noch. 

 

Grüße

Tobias

[Andreas Wistuba]

Hallo zusammen,
daß das Chlorophyll durch falsches Sterilisieren in Mitleidenschaft gezogen wurde, halte ich für ausgeschlossen.

Chloroplasten sind ja Organellen, die sich in den Zellen befinden. Um an die zu gelangen müsste man die Zelle so massiv schädigen, dass sie stirbt.

Was ich aber für möglich halte (hatte ich auch schon bei Nepenthes) ist, dass die Eltern nicht wirklich kompatibel waren. 

Man darf nicht vergessen, dass In Vitro vieles keimt, das in der Natur bzw. ex vitro nicht lebensfähig wäre. Man muss da kritisch sein und auch Klone entsorgen, die nichts taugen.

Zunächst würde ich aber die Magnesium-Dosis erhöhen, wenn mir die Sämlinge wichtig wären.

Grüße
Andreas

 

[Tobias Kulig]

vor 4 Minuten schrieb Andreas Wistuba:

Um an die zu gelangen müsste man die Zelle so massiv schädigen, dass sie stirbt.

Das heißt, auch mit zu langem Sterilisieren können sie nicht geschädigt werden? Was ich meinte, ist eine Gratwanderung zwischen "totsterilisiert" und "gerade noch keimfähig". Aber wenn Du das sagst, wirds schon stimmen! 

 

vor 11 Minuten schrieb Andreas Wistuba:

Was ich aber für möglich halte (hatte ich auch schon bei Nepenthes) ist, dass die Eltern nicht wirklich kompatibel waren. 

Du sprichst von einer Kreuzbestäubung zweier Klone einer Art? Oder von einer generellen Hybridisierung?

 

vor 14 Minuten schrieb Andreas Wistuba:

Man darf nicht vergessen, dass In Vitro vieles keimt, das in der Natur bzw. ex vitro nicht lebensfähig wäre.

Das erklärt, warum man einige Arten anscheinend nicht aus dem Glas bekommt. Ich selbst habs nocht nicht erlebt. Aber von P. planifolia hab ich das schon gehört und ich hab ja selbst einige im Glas, wo unbedingt raus müssen. 

[Tim Beier]

Hallo Miteinander, 

 

@Tobias KuligDas wäre äußerst ungewöhnlich, aus mehreren Gründen! Ich habe 41 Gläschen gemacht zu diesem Zeitpunkt und das ist das einzige Glas dieser Charge mit solchen Symptomen.

Also das sterilisieren von Samen halte ich auch ehrlich gesagt nicht für Raketentechnik. Es dreht sich hier um D.cistiflora, die Samen sind in der Regel relativ groß, wobei es da im Cistiflora Komplex schon deutliche Unterschiede an Korn Größen gibt.

In der Charge waren auch wesentlich kleinere Samen dabei die ich als  empfindlicher einschätzen würde. 

 

Der Ansatz von Andreas scheint mir da wirklich plausibel.... 

Mir ging auch schon durch den Kopf: "Was ist wenn die Samen einfach "schlecht" waren". Also im Sinne von ungünstiger Genetik. 

Also sowas kennt man ja von Drosera... Das zum Beispiel beim selbsten nur wenige Samen keimfähig sind, bzw zwar Samen gebildet werden, aber eben taub sind. 

 

Wenn diese Sämlinge die nächsten 3 Wochen überleben werde ich einfach schauen was passiert wenn ich se auf anderes Medium setzte. 

 

@Andreas Wistuba

Betrifft das in erster Linie Magnesium oder auch Eisen? Hab heute über Chlorosen bei anderen Pflanzen gelesen und da ging es eben auch um Fe Mangel. 

 

In welcher Form führt man in Medien denn Magnesium hinzu? 

Mg-EDTA | Magnesium-Eta, 

Magnesiumsulfat-Heptahydrat

Oder Magnesiumnitrat-Hexahydrat

 

MfG Tim Beier 

Edited November 6, 2023 by Tim Beier

[Lukas H.]

Am 4.11.2023 um 12:32 schrieb Tim Beier:

Irgendwie ist mir das schon einleuchtend das wenn man fertig gemischte Medienpulver verwendet und davon dann nur die Hälfte nimmt, dass dann eben alles um die Hälfte reduziert ist..... 

 

Bedeutet im Umkehrschluss dass man sich sein Medium für das Optimum entsprechend wohl komplett selbst zusammen stellen müsste, sehe ich das richtig? 

 

Ich hab da für Drosera ehrlich gesagt keine genaue Ahnung was in welchen Mengen dann optimal wäre. Würde es dann Sinn machen alle Microelemente wieder auf die ursprüngliche Dosis vom MS zu bringen oder wie geht man bei sowas am besten vor? 

 

Wenn ich das richtig sehe wäre der Ansatz von Andreas im vorliegenden Fall was das Magnesium angeht im Zusammenhang mit Chlorophyll eine mögliche Erklärung

 

Mich wundert dann nur warum die anderen ja zufrieden stellend wachsen?! 

 

Micronährstoffe würde ich definitiv wieder in der vollen Konzentration nutzen. Hat bei mir stehts gut geklappt für Drosera, Dioanea & Cephalotus mit 1/3 Makro und vollen Mikronährstoffen + Vitaminen. 

Gibt es hier auch bereits fertig gemischt erhältlich: https://phygenera.de/MS-Makro-Mods

 

 

Am 3.11.2023 um 23:10 schrieb Tim Beier:

Frage in die Runde, 

Ist das ne Chlorose? 

Nährstoff Mangel? 

 

 

Befor es ne Nekrose wird

 

MfG Tim Beier 

 

Nährstoffmangel würde ich grundsätzlich bei der Grösse der Pflanzen für den entsprechenden Zeitpunkt für unwahrscheinlich halten. Die sind ja praktisch frisch gekeimt, da sollte es in der Mikroumbegung der Sämlinge noch nicht wirklich limitierend werden. Wie nahe stand den das Glas zur Lichtquelle, welche du für deine Kulturen benutzt? Schaut mir danach aus als hätten die Pflanzen ein wenig zuviel Licht abbekommen. 

 

 

 

Am 4.11.2023 um 10:41 schrieb Tim Beier:

Hallo Miteinander, 

 

Es handelt sich bei den Sämlingen um eine D.cistiflora. 

Ich hab jetzt mal nachgeschaut, ich hab da 400ml 1/3 MS angesetzt. Hab jetzt nochmal nachgerechnet, nicht dass ich da nen Rechenfehler drin hab.... Sollte aber passen. 

In den anderen Gläsern aus dem selben Batch (allerdings andere Arten) sehen die Sämlinge normal aus. 

Vieleicht sollte ich versuchen die auf 1/2MS umzusetzen?

 

@Dose  Das Medium enthält grundsätzlich alle Macro-, Micro Nährstoffe und Vitamine die dann entsprechend im Falle von 1/3 MS auf ein Drittel reduziert sind. 

 

Also irgendwas scheint denen augenscheinlich nicht zu passen. 

Temperatur oder Licht kann ich mir kaum vorstellen, da die ja alle im selben Regal stehen. 

Wie hoch ist den die Wahrscheinlichkeit dass es irgendwie mit dem sterilisieren zusammenhängt? Die Samen wurden ohne zu spülen aufgebracht. Können Rückstände von NaDCC sowas auslösen? 

 

Wäre echt schade wenn mir die Sämlinge hops gehen. 

 

Das ein einzelner Sämling weiß wird hab ich auch schon beobachtet, da würde ich mir keine Gedanken machen, aber in diesem Glas betrifft es die wenigen Sämlinge gleichermaßen. 

 

Bin da irgendwie Ratlos. 

 

MfG Tim Beier 

 

 

 

Ich habe bei mir nie wirklich einen Unterschied festgestellt zwischen gespühlten NaDCC Samen und ungespühlten und habs dann mit der Zeit der Einfachheit einfach weggelassen und hat stehts wunderbar funktioniert. 

[Andreas Wistuba]

vor 12 Stunden schrieb Tim Beier:

 

 

@Andreas Wistuba

Betrifft das in erster Linie Magnesium oder auch Eisen? Hab heute über Chlorosen bei anderen Pflanzen gelesen und da ging es eben auch um Fe Mangel. 

 

In welcher Form führt man in Medien denn Magnesium hinzu? 

Mg-EDTA | Magnesium-Eta, 

Magnesiumsulfat-Heptahydrat

Oder Magnesiumnitrat-Hexahydrat

 

MfG Tim Beier 

 

Klar, Eisenmangel löst auch Chlorosen aus. Bei Carnivoren war's nach meiner Erfahrung (allerdings im Gewächshaus) aber eigentlich immer das Magnesium.

Da ich IV schon ewig Magnesium und Eisen recht hoch dosiere, hatte ich da nie Chlorose-Probleme.

 

 

[Andreas Wistuba]

vor 33 Minuten schrieb Lukas H.:

 

Micronährstoffe würde ich definitiv wieder in der vollen Konzentration nutzen. Hat bei mir stehts gut geklappt für Drosera, Dioanea & Cephalotus mit 1/3 Makro und vollen Mikronährstoffen + Vitaminen. 

Gibt es hier auch bereits fertig gemischt erhältlich: https://phygenera.de/MS-Makro-Mods

 

 

Super - vielen Dank.
Die Firma kannte ich bisher nicht.

Duchefa hat die Modifikation nicht fertig und bei Phytotechnology Labs muss man sich einen Stock der Mikroelemente ansetzen und herumpipettieren.

Was man da aber beachten muss, ist daß auch Mg reduziert wird. Abgesehen von der möglichen Mangel-Problematik, wird so ein Medium nicht gelieren, weil zu wenig bivalente Kationen enthalten sind. Ich würde da in jedem Fall Mg aufstocken.

 

 

Edited November 7, 2023 by Andreas Wistuba

[Andreas Wistuba]

vor 12 Stunden schrieb Tim Beier:

In welcher Form führt man in Medien denn Magnesium hinzu? 

Mg-EDTA | Magnesium-Eta, 

Magnesiumsulfat-Heptahydrat

Oder Magnesiumnitrat-Hexahydrat

 

Ich nehme immer Magnesiumsulfat (Heptahydrat).

Wenn Du das Nitrat nehmen würdest, käme ja noch mehr N ins Medium.

[Tim Beier]

Hallo Miteinander, 

 

Danke für eure Antworten! Dann werde ich einfach die entsprechenden Macro Mods testen. Bei Phygenera bestell ich ja sonst auch immer. Mir war das alles vor diesem Beitrag ehrlich gesagt alles nicht so wirklich klar. Aber man lernt ja schließlich dazu. 

 

vor 4 Stunden schrieb Lukas H.:

Ich habe bei mir nie wirklich einen Unterschied festgestellt zwischen gespühlten NaDCC Samen und ungespühlten und habs dann mit der Zeit der Einfachheit einfach weggelassen und hat stehts wunderbar funktioniert. 

 

Dass hier das spülen unnötig wird sehe ich als entscheidenden Vorteil. Ein Arbeitsschritt weniger. In welchen Konzentrationen und Zeiten sterilisierts du den deine Samen? 

 

Das die Sämlinge zu viel Licht abbekommen haben halte ich eher für unwahrscheinlich, die stehen nicht anders als die anderen. 

 

Der Rest der Kulturen wächst ja alles soweit wunderbar. Das ist echt ein Einzelfall. Wenn ich da systematisch auf Fehlersuche gehe lande ich letztlich beim Saatgut selbst. Alle anderen Faktoren sind ja identisch. 

Ich werde das jetzt einfach beobachten, wenn ich Zeit habe versuch ich es mit optimiertem Medium und dann wird sich zeigen was passiert. 

 

 

 

 

[Tobias Kulig]

vor 4 Stunden schrieb Tim Beier:

Der Rest der Kulturen wächst ja alles soweit wunderbar. Das ist echt ein Einzelfall. Wenn ich da systematisch auf Fehlersuche gehe lande ich letztlich beim Saatgut selbst. Alle anderen Faktoren sind ja identisch. 

Ich werde das jetzt einfach beobachten, wenn ich Zeit habe versuch ich es mit optimiertem Medium und dann wird sich zeigen was passiert. 

Ich glaube auch nicht, daß es am Medium liegt und würde daher gar nicht großartig auf Fehlersuche gehen. Du bestätigst es ja selber, daß der Rest gut wächst und es eben nur diese eine Pflanze ist. Ich habe solche "Probleme" auch nur höchst selten. Sollte es tatsächlich mal vorkommen, lasse ich es so wie es eben ist und beim Exvitro hau ich es in die Tonne. Ich bin da kurz angebunden.

Wenn Dir die Pflanze aber so sehr am Herzen liegt, würde ich sie auch einfach nur mal umsetzen und es weiter beobachten. Aber zuviel Zeit würde ich da auch nicht verschwenden. Ich denke, Du hast genug Tests laufen und würde mich auf diese konzentrieren.

[Tim Beier]

@Andreas Wistuba

 

Am 4.11.2023 um 13:19 schrieb Andreas Wistuba:

Wenn man dann die bivalenten Kationen mit Hilfe von Magnesium erhöht, bis es geliert, ist man schnell bei der vollen MS-Magnesium-Dosis von 1,5 mM.
Und dann hat man keinen Magnesium-Mangel mehr. Das sind 0,37 g pro Liter!!!

 

Sind das bei 1,5mM Magnesiumsulfat nicht :

Magnesiumsulfat (MgSO4)  120,37 Gramm pro Mol x 1,5 = 180,56 g

Also entsprechend 180,56 mg/Liter? 

Oder hab ich da jetzt falsch gerechnet? 

 

MfG Tim Beier 

[Andreas Wistuba]

vor 13 Minuten schrieb Tim Beier:

@Andreas Wistuba

 

 

Sind das bei 1,5mM Magnesiumsulfat nicht :

Magnesiumsulfat (MgSO4)  120,37 Gramm pro Mol x 1,5 = 180,56 g

Also entsprechend 180,56 mg/Liter? 

Oder hab ich da jetzt falsch gerechnet? 

 

MfG Tim Beier 

Hallo Tim,
wenn Du das Heptahydrat nimmst, stimmt's nicht:

Das hat ein Molgewicht von 246,5 - wegen dem Kristallwasser.
Das ist ganz praktisch: https://www.biomol.com/de/ressourcen/tools/molaritaetsrechner/#

Ich denke, was Anderes als das Heptahydrat ist gar nicht normal im Handel.

Grüße
Andreas

[Tim Beier]

Du kannst mir das jetzt bestimmt erklären, mich wundert jetzt nur die Angabe vom Magnesiumsulfat beim vollen MS Medium von 180,54mg/L

 

Jetzt bin ich verwirrt

 

[Lukas H.]

vor 49 Minuten schrieb Tim Beier:

Du kannst mir das jetzt bestimmt erklären, mich wundert jetzt nur die Angabe vom Magnesiumsulfat beim vollen MS Medium von 180,54mg/L

 

Jetzt bin ich verwirrt

 

 

 

Das Mangesiumsulft wird bei der Medienzusammensetztung als Anyhdrat deklariert, welches frei von Wasser bzw. Kristallwasser ist. 

 

Das zum Aufstocken ist Magnesiumsulfat-Heptahydrat erhältlich bzw. MgSO4*7H2O. Da musst du das gebundene Wasser in deinen Berechnungen berücksichtigen, dann sollte es passen. 

 

By the way, danke für den Tipp @Andreas Wistuba. Magnesium hatte ich in der Vergangenheit noch nie aufgestockt. Das werde ich entsprechend auch mal austesten, sobald es bei mir wieder losgeht mit der IV-Kultivierung. 

 

@Tim Beier Uff, das ich was mit Drosera Samen gemacht habe ist schon länger her bei mir. Die letzten Aufzeichnungen von mir waren mit 500-700 ppm NaDCC (auch hier das Kristallwasser abgezogen für die Berechnungen) für 20-24h mit nem Tropfen Polysorbat und ca. 30 g/L Saccharose in der Sterilisationslösung. Die Lösung während der 24h immer mal wieder ein wenig geschüttelt und dann hat das stehts gut gepasst. Ich habe einfach stehts darauf geachtet, dass nicht zuviel der Sterilisationslösung aufs Medium gelangt und die Samen vorsichtig mit dem Skalpell abgekratzt und auf den Agar übertragen. 

Edited November 8, 2023 by Lukas H.