Florian S. Posted May 6, 2015 Posted May 6, 2015 (edited) Hallo zusammen, habe einen InVitro Versuch gestartet aber bin angesichts der Entwicklung meiner Explantate doch enttäuscht.. Die Kulturen stehen nun ca. 14 Tage. Alle Explantate haben schwarz abgestorbene Schnittstellen, obwohl ich nach dem Sterilisieren die Enden noch abgetrennt hatte. Woran kann das liegen? Besteht da noch Chance oder sollte ich umsetzen und die schwarzen Enden erneut zurückschneiden? LG, Florian Edited May 6, 2015 by Florian S.
Manuel Christ Posted May 7, 2015 Posted May 7, 2015 (edited) Hallo Florian, die Explantate schauen in der Tat nicht besonders gut aus. Ich schneide die Enden nach dem Sterilisieren großzügig ab, bis das Explantat maximal 1 cm in der Länge misst. Damit bekommt man nebenbei eine kleinere Oberfläche und die Kontaminationsquote sinkt auch. Wie lautet dein Sterilisationsprotokoll und welches Medium hast du verwendet? Übrigens liegt das Dionaea-Blütenstück relativ tief im Medium. Die besten Resultate habe ich erzielt, wenn man es nur auf das Medium legt. Viele Grüße, Manuel Edited May 7, 2015 by Manuel Reimansteiner
Andreas Wistuba Posted May 7, 2015 Posted May 7, 2015 Hallo zusammen, habe einen InVitro Versuch gestartet aber bin angesichts der Entwicklung meiner Explantate doch enttäuscht.. Die Kulturen stehen nun ca. 14 Tage. Alle Explantate haben schwarz abgestorbene Schnittstellen, obwohl ich nach dem Sterilisieren die Enden noch abgetrennt hatte. Woran kann das liegen? Besteht da noch Chance oder sollte ich umsetzen und die schwarzen Enden erneut zurückschneiden? LG, Florian Hallo Florian, ohne irgendwelche Informationen wird Dir kaum jemand sinnvoll antworten können. Du schreibst weder was das ist (Gattung) noch worin das liegt (Medium) noch was Du damit gemacht hast (Sterilisationstechnik) noch, wie Du das Unbekannte Stück kultivierst. Grüße Andreas
Florian S. Posted May 14, 2015 Author Posted May 14, 2015 (edited) Hallo Florian, die Explantate schauen in der Tat nicht besonders gut aus. Ich schneide die Enden nach dem Sterilisieren großzügig ab, bis das Explantat maximal 1 cm in der Länge misst. Damit bekommt man nebenbei eine kleinere Oberfläche und die Kontaminationsquote sinkt auch. Wie lautet dein Sterilisationsprotokoll und welches Medium hast du verwendet? Übrigens liegt das Dionaea-Blütenstück relativ tief im Medium. Die besten Resultate habe ich erzielt, wenn man es nur auf das Medium legt. Viele Grüße, Manuel Danke ersteinmal! Es handelt sich, wie du schon erkannt hast, um einen Dionaeablütenstiel. Als Medium habe ich 1/3MS, 1mgBAP, 100%MS Vitamine, 4g Agar , 1,5ml PPM, und 20g Saccharose verwendet.(1Liter Medium) Mein Sterilisationsprotokoll lautet wie folgt. 30sek 70% Ethanol Variante 1) 3% NaOCl für 5min, Spülen Variante 2) 1g/L NaDCC 5min, kein Spülen Kontaminationen habe ich zwar keine einzige, aber durch den PPM Gebrauch scheinen mir die Explantate im Medium auch weiterhin zu leiden. Ich habe gestern einige Gläser geöffnet und die schwarzen Enden abgetrennt, heute Abend waren sie bereits wieder schwarz. Zu viel PPM auf jeden Fall, oder? Du sagst, die besten Ergebinnse erzielst du, wenn das Explantat nur oben aufliegt. Dann werde ich das beim nächsten Mal probieren, diesmal ist durch die geringe Agarmenge das Medium zu weich dafür. -_- Die Kulturen stehen bei Zimmertemperatur (20-22°C) unter 960er LSR 15Std Licht/Tag. LG, Florian Edited May 14, 2015 by Florian S.
Manuel Christ Posted May 14, 2015 Posted May 14, 2015 Hallo Florian, das Medium schaut so weit für die Kallusbimdung gut aus. 1,5 ml PPM sind gar kein Problem für Dionaea, ich glaube es liegt an deinen Sterilisationsverfahren. 30 sek 70% iges Ethanol ist recht hart für pflanzliche Zellen, der Ethanolschritt vor der eigentlichen Sterilisation wird nur angewendet um Explantate zu benetzen (1 sek reicht aus) und eine gute (spätere) Sterilisation zu gewährleisten. Deine 1. Variante passt soweit, da kannst du sogar ruhig auch auf bis zu 5% NaOCl gehen. Beim Einsatz von NaDCC solltest du unbedingt die Explantate danach mehrmals spülen, die Chlorverbindungen sind recht aggressiv ... Beleuchten musst du Kalluskulturen übrigens nicht, da undifferenziertes Zellgewebe keine Photosynthese betreibt. Außerdem bekommt man ohne Licht schön reinweiße Kalli, die sich perfekt zur Weiterkultur eignen. Viele Grüße, Manuel
Florian S. Posted May 14, 2015 Author Posted May 14, 2015 (edited) Danke für die rasche Antwort. Ich habe gelesen, dass nach der NaDDC-Sterilisation eben gar kein Spülen nötig sei.. Nagut, dann werde ich diese Tipps umsetzen. Weniger Zeit im Ethanol und kräftigeres Spülen. Bisher habe ich das Material lediglich von der Sterilisationslösung raus in steriles Wasser gelegt und das Becherglas wenige Sekunden geschaukelt, dann das Material wieder entnommen. Vermutlich war das kein Spülen im eigentlichen Sinn, oder? Kurz zum Licht. Eine Beleuchtung ist also solange vollkommen überflüssig, wie ich keine Ausdifferenzierung habe? Es spielt also keine Rolle ob die Kulturen in völliger Dunkelheit stehen? Die Temperatur von ca. 20°C ist aber ausreichend? LG, Florian Edited May 14, 2015 by Florian S.
Florian S. Posted July 7, 2015 Author Posted July 7, 2015 Einige Zeit ist vergangen, einiges an Kompost habe ich produziert. Nun sehe ich das hier... Ist das ein Kallus? Ich dachte zunächst, dass es sich um einen Pilz handelt, habe das Glas beiseite gestellt und heute wollte ich es entfernen und habe mal genauer hingeschaut. Da es kaum mehr Licht bekam, ist dieser Klumpen gräulich/weiss geblieben. Ich weiß, das Bild ist nicht sehr aussagekräftig. Auf der Blattunterseite ist ähnliche Gewebebildung an selber Stelle wie auf der Oberseite. Wenn es ein Kallus ist, was mache ich nun? Auf hormonfreies Medium umsetzen oder auf eines mit Auxinen? Wenn ja welche Konzentration sollte ich nehmen? Im Moment befindet sich der Kallus auf 1/3 MS mit 2mg BAP. LG, Florian
Florian S. Posted August 17, 2015 Author Posted August 17, 2015 mal ein kleines Update. Sieht schon ganz gut aus
Tina Posted August 17, 2015 Posted August 17, 2015 Hi Flo, super ich gratuliere dir zu deinem Erfolg :bow: Jetzt machst du dich hoffentlich über die Cephis In Vitro her will ich hoffen. :crazy:
Florian S. Posted August 17, 2015 Author Posted August 17, 2015 Hi Flo, super ich gratuliere dir zu deinem Erfolg :bow: Jetzt machst du dich hoffentlich über die Cephis In Vitro her will ich hoffen. :crazy: Psschhhht!
Thomas M. Posted August 17, 2015 Posted August 17, 2015 (edited) Super Florian! Was sind das für VFF Klone auf den Bildern? Es trägt ja langsam Früchte! Thomas Edited August 17, 2015 by Thomas M.
Florian S. Posted August 17, 2015 Author Posted August 17, 2015 Es sind 'Alien' und 'SharkTeeth x Dentata'
Lukas H. Posted November 29, 2015 Posted November 29, 2015 Hallo Florian, Wie sehen deine Kulturen mittlerweile aus ? Ein Update wäre sehr interessant Gruss Lukas
Florian S. Posted November 30, 2015 Author Posted November 30, 2015 Och es klappt ganz gut Habe ein paar Bilder angehängt, Reihenfolge entspricht der Auflistung: D. californica D.m. Louchapates D. regia P. lusitanica D.m. SharkTeeth x Dentata 1
Lukas H. Posted December 1, 2015 Posted December 1, 2015 Sieht wirklich sehr vielversprechend aus Benutzt du noch PPM ?
Tina Posted December 1, 2015 Posted December 1, 2015 Hallo Flo, das sieht echt gut aus. Gratuliere dir. :bow: Wann machste nen Cephi ? ............. :getdown:
Florian S. Posted December 1, 2015 Author Posted December 1, 2015 Danke Nein, PPM nutze ich nicht mehr. Habe eine Sterilbank das genügt. Cephalotus habe ich auch Nur nicht mitfotografiert. Allerdings bisher nur aus Samen, aus Blättern habe ich noch Probleme mit phenolischem Bluten LG, Flo
Guest Posted December 1, 2015 Posted December 1, 2015 (edited) Was zum Kuckuck sind phenolische Blüten? Wenn ich das google, finde ich Rezepte für Maibowle mit Waldmeister oder Artikel über Phenole in Wein. Edited December 1, 2015 by Wolfgang Liere
Florian S. Posted December 1, 2015 Author Posted December 1, 2015 Phenolische Blüten kenne ich auch nicht, davon war aber auch nicht die Rede Allerdings findet sich nur unter dem englischen "phenolic bleeding" eine Erklärung. Es handelt sich um eine Stressreaktion der Pflanze, die dabei phenolische Verbindungen ausscheidet und ohne "Behandlung" das Invitromaterial dabei zerstört wird.
Lukas H. Posted December 1, 2015 Posted December 1, 2015 Alles klar sieht bei mir genauso aus Bei mir sind mittlerweile auch die ersten Ceph Samen gekeimt. Habe gehört das man bei Cephs allgemein Probleme hat mit phenolic bleeding halt dann auch beim subculturing...naja mal schauen wie es klappen wird Gruss Lukas
Florian S. Posted December 1, 2015 Author Posted December 1, 2015 Ja wenn es bei dir auch so aus sieht lass' mal Bilder von dir sehen! Also von deinen Kulturen..
Lukas H. Posted December 1, 2015 Posted December 1, 2015 Ja werd ich bestimmt machen Sieht nur noch nicht so interessant aus wie deine! Sind eigentlich alle erst gekeimt und kallis haben sich auch noch nicht wirklich grossartig gebildet hab den Dreh erst so richtig seit kurzem raus. Vorher viel Biomüll produziert aber das is ja normal :'D
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